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MEDICINA AVIAR. PARTE VII (LABORATORIO)

Por Juan M. Griñán. Veterinario JG especialista en medicina aviar

PROCEDIMIENTOS DIAGNÓSTICOS
A pesar de todo lo anteriormente expresado, la historia clínica, la anamnesis y la exploración física por sí sóla raramente nos dá el diagnóstico, por lo que se hace necesario utilizar medios de diagnóstico electrónicos. Atrás queda la actitud de recetar “gotas de la caja naranja” tras la observación de determinados síntomas.

TOMA DE MUESTRAS
Los procedimientos diagnósticos en las aves se basan en la toma de muestras: Heces, Uratos, Sangre, Biopsias, Secreciones, Aspirados, Plumas, Raspado cutáneo, etc..

SANGRE:
El volumen total de sangre de un ave es alrededor de un 10% de su peso. Podemos obtener un 10% de este volumen de sangre para realizar una analítica. O sea, se le puede extraer sin ningún riesto para la vida del paciente un volumen de sangre del 1% de su peso (1 cc por cada 100 grs de peso vivo). En un periquito, que ronda los 30 grs, se le puede extraer la cantidad de 0,3 ml de sangre, volumen suficiente para poder realizar un examen hematológico completo. En el caso de aves gravemente enfermas, se debe extraer como máximo un 0,5% de su peso. Y no deberemos extraer sangre en caso de que haya una severa debilitación, anemia, potencial coagulopatía, severa hipovolemia o severa disnea, aunque en este último caso podremos utilizar el isofluorano para evitar la manipulación en la toma de sangre.
El volumen mínimo de sangre que podemos utilizar para hacer una bioquímica es de 0,1 ml, ya que mediante la utilización del Vet-Scan podemos utilizar, en caso de extrema necesidad, sangre total en la determinación del panel bioquímico, aunque siempre es preferible utilizar suero en vez de sangre total.
La mejor zona de obtención de sangre es la vena yugular, sobre todo la derecha, aunque también se puede usar la vena basílica, que cruza ventralmente el codo, o la metatarsal medial. Quedan descartados otros sitios que se utilizaban hasta hace relativamente poco tiempo tales como el corte de una uña, el arrancamiento de una pluma, etc.. Sirva como ejemplo el hecho de que la vena yugular de un canario es de mayor grosor que la de muchos gatos.
Debido a la extrema delgadez de las paredes de la vena, así como al inexistente tejido conectivo perivascular venoso y a la extrema delgadez de la piel, el bisel de la aguja deberá estar hacia abajo (al contrario que en los mamíferos), ya que con esta técnica obtendremos sangre con mayor facilidad (con menos intentos), introduciremos menos la aguja y tendremos menos probabilidad de perforar completamente la vena. A veces es necesario doblar ligeramente la aguja para poder adaptarse mejor en el posicionamiento en la extracción.
Inmediatamente después de la extracción se debe depositar una gota en un cubreobjetos, a ser posible sin anticoagulante, utilizando la tinción Diff-Quick, con el fin de realizar un examen directo de las células sanguíneas: tanto de los granulocitos (heterófilos, eosinófilos y basófilos) como de los agranulocitos ( linfocitos y monocitos), en la serie blanca, y plaquetas y eritrocitos en la serie roja, así como para la detección de hemoparásitos (intraglobulares como haemoproteus, ++++, extragobulares como +++++++++ y microfilarias), visualización de la forma de las células, signos de policromasia, etc.. Se realizará la fórmula leucocitaria contando 100 células blancas en este examen del frotis y calculando el % de cada leucocito. Desde un punto de vista práctico, cuando el paciente sea de pequeño tamaño (menos de 100 gramos de peso) la aguja utilizada para la extracción debe estar heparinizada con el fin de prevenir la aparición de errores en el aparataje de bioquímica debido a la presencia de fibrina, aunque se puede utilizar como recurso una pequeña torunda de algodón en el suero con el fin de secuestrarla. En otros casos, en los que el volumen a obtener sea mayor, se pondrá la sangre obtenida en un tubo con heparina de litio (disponibles de 0,5 a 1 ml), siendo necesario usar de los que tienen gel para la separación del suero en casos de obtener muy poca muestra (menos de 0,3 ml). Ya con la muestra heparinizada pasaremos a medir el hematocrito. El hematocrito se medirá con un tubo de microhematocrito centrifugado, utilizándose alrededor de 0,01 ml (10 microlitros) de sangre total. Cuando la muestra obtenida es insuficiente, este capilar nos puede ayudar a hacernos una idea de la cantidad de leucocitos presentes, midiendo la columna presente entre la capa de eritrocitos y suero. Otro método para el contaje de leucocitos es el contaje de varios campos en el examen del frotis sanguíneo y aplicando la fórmula siguiente: ++++++++++++ Sin embargo, para un contaje más exacto tenemos que recurrir a la utilización de las cámaras de recuento. Uno de los métodos es el de unipette: +++++++++ en la cámara de Neubauer,utilizando la fórmula: (células contadas en 9 cuadrados x 2 x 1,1 x 16) / porcentaje en tanto por uno de granulocitos. Ejemplo: (300 x 2 x 1,1 x 16) / 0,70 = 15085 leucocitos/microlitro. Para el contaje de los leucocitos se usarán 0,05 ml en 0,95 ml de solución de oxalato amónico al 1%, mientras
En cuanto a las determinaciones bioquímicas utilizamos en nuestro hospital los siguientes aparatos:
VET-SCAN: esta técnica consiste en unos rotores plásticos que ya disponen de los diluyentes y reactivos a los que se le añade un volumen de 0,1 ml de muestra (sangre total o suero) y que al cabo de 15 minutos nos imprime el resultado de AST, URIC, CK, TP, ALB, GLOB, Ca, PHOS, GLU, BUN, Na y K, además de indicarnos de 0 a 3+ si la muestra es lipémica, ictérica y hemolítica. Su ventaja es que se pueden utilizar pequeños volúmenes de muestra y su desventaja es que la muestra debe ser de muy buena calidad, ya que muestras lipémicas, hemoconcentradas, hemolíticas o ictéricas pueden rechazarnos la medición de todos los parámetros, aunque en estos casos se puede diluir la muestra en 1:1 con solución fisiológica, obteniendo una buena correlación, excepto con la albúmina, pero en diluciones mayores se falsearían bastante los resultados.
VET_READER IDEXX: consiste en la utilización de placas individuales impregnadas de reactivos que se introducen en la máquina una a una, tardando unos ++++ minutos en cada una de ellas. Su ventaja es la versatilidad de parámetros bioquímicos a medir, mientras su desventaja es que se debe utilizar muestras de suero (no sangre total) mayores de 0,5 ml.
Por orden de preferencia, a la hora de tener que elegir, según volumen de muestra obtenida, los parámetros bioquímicos a determinar serán AST, URIC, CK, TP, ALB, GLOB, Ca, PHOS,GLU,BUN, Na y K. Echamos de menos el poder leer los ACIDOS BILIARES en nuestros aparatos, pero por lo visto los fabricantes están ya manos a la obra de poder ofrecérnoslos.
En cuanto a los valores normales o valores de referencia, se puede contar con valores estimados ofrecidos por los fabricantes de los equipos, pero lo mejor es realizarlos en el propio hospital, según nuestra experiencia, ya que hay numerosos factores que influyen para una misma muestra. Otro factor a tener en cuenta es que se tiende a generalizar dentro del término “aves” estos valores normales, habiendo a veces significativas diferencias entre especies de aves.
En el caso del VET-SCAN los valores normales ofrecidos son
AST: 0-350 U/l
CK: 0-350 U/l
GLU: 210-360 mgr/dl
TP: 2,5-4,5 gr/dl
ALB: 0,3-2,4 gr/dl
GLOB: 2,1-3,8 gr/dl
URIC: 0-10 mgr/dl
BUN: < 2 mgr/dl
PHOS: 2-6 mgr/dl
Ca: 8-12 mgr/dl
K: ¿? mmol/l
Na: ¿? mmol/l


La heparina de litio es el mejor anticoagulante para las muestras de sangre aviar.
Proteínas totales (TP). Por refractometría o por método de bioquímica seca.
Electroforesis: la realizada en acetato de celulosa en la gráfica se evidencian una fracción de prealbúmina, albúmina, alfa, beta y gamma globulinas. El ratio A/G debe ser de 1. Muchas veces las proteínas totales pueden estar en los rangos normales, mientras que el cociente A/G está descendido (por lo que el A/G tiene más importancia que el TP). En procesos inflamatorios estan aumentadas cualquier fracción o fracciones de globulinas, y a la vez, puede haber una disminución de la fracción de albúmina, por lo que el ratio A/G estará bajo.Ejemplo: peritonitis por yema del huevo, enfermedades crónicas tales como aspergilosis, psitacosis o tuberculosis.
La electroforesis se usa en estos casos para evaluar la respuesta al tratamiento, puesto que las globulinas tienden a descender, mientras se normaliza el cociente A/G.
En el fallo hepático, la TP desciende drásticamente, mientras puede combinarse con una disminución del A/G. En enfermedades gastrointestinales o renales también puede haber una severa hipoproteinemia. Una elevación de TP con un ratio A/G normal sugerirá siempre deshidratación.

Nitrógeno no proteico.
El ácido úrico (UA) es el principal catabolito del metabolismo de los aminoácidos en aves, ya que constituye del 60% al 80% del total del nitrógeno excretado en la orina aviar. El UA está sintetizado en el hígado y se excreta por el riñón en un 90% vía tubular. Hay que tener en cuenta que las sustancias nitrogenadas no proteicas como el UA, creatinina y urea estarán elevadas cuando la función renal esté por debajo del 30% de su capacidad original. La hiperuricemia puede resultar en precipitados de uratos en articulaciones (gota articular) y en vísceras u otros sitios extraviscerales (gota visceral).

AZOTEMIA PRE-RENAL.
Se produce cuando hay una disminución del flujo arterial renal, producido entre otras cosas, cuando está deshidratado o en shock. Es de vital importancia medir la UREA en estos casos en su fase inicial, ya que aumentará, mientras el ACIDO URICO estará dentro de los límites normales, debido a que la urea se elimina por la filtración glomérular, mientras su reabsorción es por los túbulos, la cual depende del flujo de orina. Durante la hidración, la mayoría de urea es excretada inmediatamente. El ácido úrico aumentará en sangre cuando la deshidratación avance o sea severa.
En rapaces, hay un aumento post-pandrial de los niveles de ácido úrico y de urea.

ENFERMEDAD HEPATOBILIAR.
El pigmento más abundante es la biliverdina, en vez de la bilirrubina, ya que no poseen la enzima biliverdin-reductasa en el hígado ni en otros tejidos, que precisamente transforma la biliverdina en bilirrubina. La escasa bilirrubina presente en el plasma se cree que es producida por enzimas bacterianas o por enzimas reductoras no específicas. Por lo tanto la ictericia no se evidencia en aves con hepatopatías. Sin embargo sí que se evidenciará biliverdinuria, la cual se manifiesta por un color amarillo grisáceo de los uratos en vez del blanco habitual.
Se puede observar un color amarillo en el plasma, motivado por la ingesta de carotenoides, lo cual erroneamente puede diagnosticarse como ictericia.
Los ACIDOS BILIARES se forman en el hígado a partir del colesterol, virtiéndose al intestino para la digestión de los lípidos. Por vía enterohepática se absorbe el 90% en el yeyuno e íleon, por lo que cuando haya una disfunción en la extracción, conjugación o excreción de éstos, se apreciará una elevación sérica. Es el único parámetro sérico indicador de la función hepática en aves. También hay un aumento post-pandrial, pero de tan sólo 1.65 veces del límite alto, y no de 5-10 veces como puede aumentar en hepatopatías.
GLUTAMATO DESHIDROGENASA (GLDH). Como se encuentra en las mitocondrias de los hepatocitos, es la enzima que aumentará sólo en necrosis hepáticas, y además, sobre todo en psitácidas. No aumentará en degeneración hepática.
ASPARTATOAMINOTRANSFERASA (AST). Es específica de hígado, pero también aumenta cuando hay lesiones musculares.
ALANINOAMINOTRANSFERASA (ALT). Tiene relativamente poca actividad en el hígado y su semivida de eliminación en plasma es larga. Su aumento no es específicio de enfermedad hepática.
LACTATODESHIDROGENASA (LDH). Tiene gran actividad en el hígado pero su semivida de eliminación es muy corta. Su aumento no es específico de enfermedad hepática.
GAMMAGLUTAMILTRANSFERASA (GGT). Su actividad en hígado es mínima, aumentando sin embargo en enfermedad hepática (colestasis), aunque no es tan sensible como la AST.
FOSFATASA ALCALINA (ALKP) Y CREATINKINASA (CK) no aumentan nunca en lesión hepática, y sus actividades en el hígado son insignificantes.
Hay que tener en cuenta que las enzimas hepáticas por sí solas indican lesión hepática inicial, ya que el fases finales (cirrosis) pueden estar normales.

ENFERMEDAD MUSCULAR.
La CK puede estar muy elevada después de un daño muscular (hasta 20 veces), pero sus valores normales pueden aparecer tras 1-2 días. La LDH puede aumentar ligeramente, hasta 2 veces, tras daño muscular y permanecer alta durante 1-2 días. La AST puede aumentar, sobre 4 veces, y permanecer alta sobre 5-6 días, mientras que la ALT aumenta hasta 5 veces pero dura alta unos 10 días.
Estas diferencias entre enzimas se deben a sus diferentes vidas en suero, ya que la LD tiene 50 mintuos, CK 3 hors, AST 7 horas y ALT 12 horas.
POTASIO. Para medirlo bien, hay que hacer el analisis enseguida, ya que sus valores bajan un 10% a los 10 min, un 30% alos 30 min y un 65% a las 2 horas.

COPROLOGÍA
El estudio de las deposiciones aviares nos dará datos sobre la presencia de parásitos o sus huevos, y nos indicará el nivel de infestación de la colectividad aviar.
La técnica más usada es la observación directa, aunque seamos conscientes de que a veces tengamos falsos negativos. Cuando se quiere profundizar más, para detectar parasitaciones ligeras, se tienen que utilizar métodos de concentración, tales como la técnica de flotación (en la que se usa el sulfato de Zinc al 33% o la solución de sacarosa) o sedimentación.

CITOLOGÍA E HISTOLOGÍA
De gran ayuda en el diagnóstico de determinadas patologías, las técnica de obtención de muestras son unas técnicas baratas y fáciles de realizar. A partir de estas muestras se podrán realizar citologías, histopatología y cultivos.
Mediante un hisopo podemos tomar muestras del tracto digestivo superior, cloaca, coanas, sacos aereos, vías respiratorias altas.
Por punción de senos respiratorios, articulaciones, médula ósea (tibiotarso), fluido abdominal y órganos abdominales podemos obtener material para analizar.
Mediante la realización de improntas de lesiones cutáneas o incluso de órganos por endoscopia o incluso en la necropsia.
Podemos realizar una tinción de Gram de heces: En Psitácidas suelen verse 100-200 microorganismos por campo de inmersión. Escasas levaduras y Gram negativos. 60-80% de bacilos gram positivos y 20-40 % de cocos Gram positivos. En carnívoros se observa mayor cantidad de microorganismos gram negativos.

Por Juan M. Griñán. Veterinario JG especialista en medicina aviar

El texto aquí expresado corresponde a una revisión bibliográfica, a comunicaciones personales de mi actividad clínica y a parte de mi ponencia en el II Congreso JG de julio del 2004 celebrado en el Hospital Veterinario JG de Mutxamel (Alicante-Spain)

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